Влияние различных источников азота в питательной среде на рост зелёной микроводоросли Chromochloris zofingiensis в накопительной культуре
##plugins.themes.ibsscustom.article.main##
##plugins.themes.ibsscustom.article.details##
Аннотация
Исследовали влияние трёх источников азота в питательной среде — нитрата натрия (NaNO3), мочевины (CO(NH2)2) и хлорида аммония (NH4Cl) — на морфофизиологические характеристики зелёной микроводоросли Chromochloris (Chlorella) zofingiensis как потенциального промышленного источника липидов и кетокаротиноида астаксантина. Водоросль выращивали методом накопительной культуры в стеклянных конических колбах при начальной численности клеток (n) во всех вариантах около 2,3·106 кл·мл−1, содержании сухого вещества (СВ) 0,06 г·л−1, интенсивности ФАР 120 мкмоль фотонов·м−2·с−1, температуре +20…+21 °C и скорости продувки культур воздухом 0,3 л·мин−1·л−1. Концентрация всех источников азота в модифицированной питательной среде BBM в пересчёте на атомарный азот (N) составляла 8,83 ммоль·л−1, продолжительность культивирования ― 17 суток. Регистрировали динамику n и объёмов клеток, содержания в культурах СВ, хлорофиллов (Хлa и Хлb), суммарных каротиноидов и липидов, концентрации N в среде и её pH. Показано, что скорость роста, размерная структура клеточных популяций и химический состав биомассы существенно зависели от химической формы азота в питательной среде. NH4Cl уже на 2-е сутки вызвал ингибирование деления, разбухание, агрегацию и обесцвечивание клеток, а на 7-е сутки ― гибель культуры. Клетки C. zofingiensis поглощали NaNO3 и CO(NH2)2 из среды со сходной скоростью (0,626 и 0,631 ммоль N·л−1·сут−1 соответственно), однако культура, выращиваемая на CO(NH2)2, отставала в росте и отличалась существенным уменьшением объёмов клеток и снижением в них содержания пигментов. Средняя продуктивность по сухому веществу (PСВ) при росте на CO(NH2)2 [(0,086 ± 0,004) г·л−1·сут−1] была на 32,6 % ниже, чем при росте на NaNO3 [(0,114 ± 0,005) г·л−1·сут−1]. В то же время по продуктивности по липидам (Pлип) культуры не различались (28 и 26 мг·л−1·сут−1 соответственно), а массовая доля липидов в СВ была достоверно выше в варианте CO(NH2)2 — 31,6 % против 23,1 % в варианте NaNO3. В экономическом аспекте отставание карбамидной культуры по PСВ не является критичным, так как компенсируется снижением затрат на реагенты для питательной среды (примерно на 230 %) и более высоким содержанием липидов в биомассе. Это обстоятельство служит основанием для продолжения исследований C. zofingiensis как потенциального источника липидов с использованием мочевины в качестве единственной формы азота в питательной среде.
Авторы
Библиографические ссылки
Arumugam M., Agarwal A., Arya M. C., Ahmed Z. Influence of nitrogen sources on biomass productivity of microalgae Scenedesmus bijugatus. Bioresource Technology, 2013, vol. 131, pp. 246–249. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.12.159
Becker E. W. Nutrition. In: Becker E. W. Microalgae: Biotechnology and Microbiology. Cambridge : Cambridge University Press, 1994, chapt. 13, pp. 196–250. (Cambridge Studies in Biotechnology ; vol. 10).
Bekheet I. A., Syrett P. J. Urea-degrading enzymes in algae. British Phycological Journal, 1977, vol. 12, iss. 2, pp. 137–143. https://doi.org/10.1080/00071617700650151
Bligh E. G., Dyer W. J. A rapid method for total lipid extraction and purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology, 1959, vol. 37, no. 8, pp. 911–917. https://doi.org/10.1139/o59-099
Bold H. C. The cultivation of algae. Botanical Review, 1942, vol. 8, iss. 2, pp. 69–138. https://doi.org/10.1007/BF02879474
Chelebieva E. S., Dantsyuk N. V., Chekanov K. A., Chubchikova I. N., Drobetskaya I. V., Minyuk G. S., Lobakova E. S., Solovchenko A. E. Identification and morphological-physiological characterization of astaxanthin producer strains of Haematococcus pluvialis from the Black Sea region. Applied Biochemistry and Microbiology, 2018, vol. 54, no. 6, pp. 639–648. https://doi.org/10.1134/s0003683818060078
Chen J., Liu L., Wei D. Enhanced production of astaxanthin by Chromochloris zofingiensis in a microplate-based culture system under high light irradiation. Bioresource Technology, 2017, vol. 245, pp. 518–529. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2017.08.102
Dhup S., Kannan D. C., Dhawan V. Understanding urea assimilation and its effect on lipid production and fatty acid composition of Scenedesmus sp. SOJ Biochemistry, 2016, vol. 2, no. 1, pp. 1–7. http://dx.doi.org/10.15226/2376-4589/2/1/00112
El-Sayed A. B., Abdel-Maguide A. A. Growth response of Chlorella vulgaris to acetate carbon and nitrogen forms. Nature and Science, 2011, vol. 9, no. 9, pp. 53–58.
Eustance E., Gardner R. D., Moll K. M., Menicucci J., Gerlach R., Peyton B. M. Growth, nitrogen utilization and biodiesel potential for two chlorophytes grown on ammonium, nitrate or urea. Journal of Applied Phycology, 2013, vol. 25, no. 6, pp. 1663–1677. https://doi.org/10.1007/s10811-013-0008-5
Feng P., Deng Z., Fan L., Hu Z. Lipid accumulation and growth characteristics of Chlorella zofingiensis under different nitrate and phosphate concentrations. Journal of Bioscience and Bioengineering, 2012, vol. 114, no. 4, pp. 405–410. https://doi.org/10.1016/j.jbiosc.2012.05.007
Fučíková K., Lewis L. A. Intersection of Chlorella, Muriella and Bracteacoccus: Resurrecting the genus Chromochloris Kol et Chodat (Chlorophyceae, Chlorophyta). Fottea, 2012, vol. 12, iss. 1, pp. 83–93. https://doi.org/10.5507/fot.2012.007
Hsieh C.-H., Wu W.-T. Cultivation of microalgae for oil production with a cultivation strategy of urea limitation. Bioresource Technology, 2009, vol. 100, iss. 17, pp. 3921–3926. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2009.03.019
Huo S., Wang Z., Zhu S., Shu Q., Zhu L., Qin L., Zhou W., Feng P., Zhu F., Yuan Z., Dong R. Biomass accumulation of Chlorella zofingiensis G1 cultures grown outdoors in photobioreactors. Frontiers in Energy Research, 2018, vol. 6, art. 49 (8 p.). https://doi.org/10.3389/fenrg.2018.00049
Ip P. F., Chen F. Production of astaxanthin by the green microalga Chlorella zofingiensis in the dark. Process Biochemistry, 2005, vol. 40, pp. 733–738. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2004.01.039
Kim D.-Y., Vijayan D., Praveenkumar R., Han J.-I., Lee K., Park J.-Y., Chang W.-S., Lee J.-S., Oh Y.-K. Cell-wall disruption and lipid/astaxanthin extraction from microalgae: Chlorella and Haematococcus. Bioresource Technology, 2016, vol. 199, pp. 300–310. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2015.08.107
Laboratornye metody issledovaniya v klinike. Spravochnik / Men’shikov V. V. (Ed.). Moscow : Meditsina, 1987, 368 p. (in Russ.)
Lemoine Y., Schoefs B. Secondary ketocarotenoid astaxanthin biosynthesis in algae: A multifunctional response to stress. Photosynthesis Research, 2010, vol. 106, iss 1–2, pp. 155–177. https://doi.org/10.1007/s11120-010-9583-3
Li Y., Horsman M., Wang B., Wu N., Lan C. Q. Effects of nitrogen sources on cell growth and lipid accumulation of green alga Neochloris oleoabundans. Applied Microbiology and Biotechnology, 2008, vol. 81, pp. 629–636. https://doi.org/10.1007/s00253-008-1681-1
Li Y., Huang J., Sandmann G., Chen F. High-light and sodium chloride stress differentially regulate the biosynthesis of astaxanthin in Chlorella zofingiensis (Chlorophyceae). Journal of Phycology, 2009, vol. 5, pp. 635–641. https://doi.org/10.1111/j.1529-8817.2009.00689.x
Li T., Zheng Y., Yu L., Chen S. High productivity cultivation of a heat-resistant microalga Chlorella sorokiniana for biofuel production. Bioresource Technology, 2013, vol. 131, pp. 60–67. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.11.121
Liu J., Mao X., Zhou W., Guarnieri M. T. Simultaneous production of triacylglycerol and high-value carotenoids by the astaxanthin-producing oleaginous green microalga Chlorella zofingiensis. Bioresource Technology, 2016, vol. 214, pp. 319–327. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2016.04.112
Liu J., Sun Z., Gerken H., Liu Z., Jiang Y., Chen F. Chlorella zofingiensis as an alternative microalgal producer of astaxanthin: Biology and industrial potential. Marine Drugs, 2014, vol. 12, pp. 3487–3515. https://doi.org/10.3390/md12063487
Markou G., Monlau F. Nutrient recycling for sustainable production of algal biofuels. In: Biomass, Biofuels and Biochemicals: Biofuels from Algae. 2nd ed. / Pandey A., Chang J.-S., Soccol C. R., Lee D.-J., Chisti Y. (Eds). Elsevier, 2019, chapt. 6, pp. 109–133. https://doi.org/10.1016/B978-0-444-64192-2.00006-8
Minyuk G. S., Chelebieva E. S., Chubchikova I. N., Dantsyuk N. V., Drobetskaya I. V., Sakhon E. G., Chivkunova O. B., Chekanov K. A., Lobakova E. S., Sidorov R. A., Solovchenko A. E. pH and CO2 effects on Coelastrella (Scotiellopsis) rubescens growth and metabolism. Russian Journal of Plant Physiology, 2016, vol. 63, no. 4, pp. 566–574. https://doi.org/10.1134/S1021443716040105
Park J.-J., Wang H., Gargouri M., Deshpande R. R., Skepper J. N., Holguin F. O., Juergens M., Shachar-Hill Y., Hicks L. M., Gang D. R. The response of Chlamydomonas reinhardtii to nitrogen deprivation: A systems biology analysis. The Plant Journal, 2015, vol. 81, iss. 4, pp. 611–624. https://doi.org/10.1111/tpj.12747
Podevin M., De Francisci D., Holdt S. L., Angelidaki I. Effect of nitrogen source and acclimatization on specific growth rates of microalgae determined by a high-throughput in vivo microplate autofluorescence method. Journal of Applied Phycology, 2015, vol. 27, iss. 4, pp. 1415–1423. https://doi.org/10.1007/s10811-014-0468-2
Ramanna L., Guldhe A., Rawat I., Bux F. The optimization of biomass and lipid yields of Chlorella sorokiniana when using wastewater supplemented with different nitrogen sources. Bioresource Technology, 2014, vol. 168, pp. 127–135. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2014.03.064
Richardson J. W., Johnson M. D., Outlaw J. L. Economic comparison of open pond raceways to photo bio-reactors for profitable production of algae for transportation fuels in the Southwest. Algal Research, 2012, vol. 1, pp. 93–100. https://doi.org/10.1016/j.algal.2012.04.001
Sanz-Luque E., Chamizo-Ampudia A., Lamas A., Galvan A., Fernandez E. Understanding nitrate assimilation and its regulation in microalgae. Frontiers in Plant Science, 2015, vol. 6, pp. 899–916. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00899
Sapozhnikov V. V. Metody gidrokhimicheskikh issledovanii osnovnykh biogennykh elementov. Moscow : VNIRO, 1988, 119 p. (in Russ.)
Shah M. M. R., Liang Y., Cheng J. J., Daroch M. Astaxanthin-producing green microalga Haematococcus pluvialis: from single cell to high value commercial products. Frontiers in Plant Science, 2016, vol. 7, art. 531 (28 p.) https://doi.org/10.3389/fpls.2016.00531
Shi X.-M., Zhang X.-W., Chen F. Heterotrophic production of biomass and lutein by Chlorella protothecoides on various nitrogen sources. Enzyme and Microbial Technology, 2000, vol. 27, iss. 3–5, pp. 312–318. https://doi.org/10.1016/s0141-0229(00)00208-8
Smith R. V., Foy R. H. Improved hydrogen ion buffering of media for the culture of freshwater algae. British Phycological Journal, 1974, vol. 9, no. 3, pp. 239–245. https://doi.org/10.1080/00071617400650271
Sun N., Wang Y., Li Y. T., Huang J. C., Chen F. Sugar-based growth, astaxanthin accumulation and carotenogenic transcription of heterotrophic Chlorella zofingiensis (Chlorophyta). Process Biochemistry, 2008, vol. 43, no. 11, pp. 1288–1292. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2008.07.014
Terent’yeva N. V., Drobetskaya I. V., Chubchikova I. N., Minyuk G. S. Effect of light illumination on physiological and biochemical characteristics of green microalga Haematococcus pluvialis Flotow (Chlamydomonadales). Ekologiya morya, 2008, iss. 75, pp. 82–88. (in Russ.)
Vonshak A. Laboratory techniques for cultivation of microalga. In: Handbook of Microalgal Mass Culture / A. Richmond (Ed.). Boca Raton ; London ; New York : CRC Press ; Taylor & Francis Group, 1986, pp. 117–145.
Wellburn A. R. The spectral determination of chlorophyll a and b, as well as total carotenoids, using various solvents with spectro-photometers of different resolution. Journal of Plant Physiology, 1994, vol. 144, pp. 307–313. https://doi.org/10.1016/S0176-1617(11)81192-2
Wijanarko A. Effect of the presence of substituted urea and also ammonia as nitrogen source in cultivied medium on Chlorella’s lipid content. In: Progress in Biomass and Bioenergy Production / S. Shaukat (Ed.). IntechOpen, 2011, pp. 273–282. https://doi.org/10.5772/19358
Wood A. M., Everroad R. C., Wingard L. M. Measuring growth rates in microalgal cultures. In: Algal Culturing Techniques / R. A. Anderson (Ed.). Burlington : Elsevier Academic Press, 2005, pp. 269–288.