Встречаемость Schistosoma mansoni (Trematoda: Schistosomatidae) у Biomphalaria pfeifferi (Gastropoda: Planorbidae) в водоёмах префектуры Киндия (Гвинейская Республика)
##plugins.themes.ibsscustom.article.main##
Google Scholar
##plugins.themes.ibsscustom.article.details##
Аннотация
На территории Гвинейской Республики, в западной области префектуры Киндия, в 8 пресноводных водоёмах найдены моллюски родов Biomphalaria и Bulinus — промежуточные хозяева трематод рода Schistosoma, патогенных для человека. Моллюски Bulinus были свободны от шистосом, в то время как биомфалярии были ими заражены. В 4 водоёмах выявлены очаги заражённости моллюсков этим паразитом. На основе морфологического анализа раковин заражённых моллюсков установлена их принадлежность к виду Biomphalaria pfeifferi. Особенности движения, форма тела, внутренняя анатомия и морфометрические характеристики церкарий, выходящих из моллюсков, соответствовали таковым S. mansoni. Полученные последовательности участка ITS1 рДНК показали 100%-ную идентичность с аналогичными локусами S. mansoni, паразитирующих у людей и крыс из Африки и Бразилии. В то же время они отличались от таковых ближайшего вида, S. rodhaini, на 6 нуклеотидных замен, а от таковых его гибридов с S. mansoni — на 2–6 замен. Филогенетический анализ показал достоверное (100 %) включение секвенированной пробы в кластер с другими последовательностями S. mansoni и дистанцирование от линий S. rodhaini и гибридов S. rodhaini × S. mansoni. Этот результат подтверждает идентификацию вида как S. mansoni. Данные о встречаемости этого паразита у моллюсков, а также последовательности его ДНК получены для территории Гвинеи впервые. В целом заражённые моллюски (32 экз.) имели достоверно бόльшие средние размеры раковин, чем незаражённые (1110 экз.). Анализ влияния ряда факторов среды на встречаемость моллюсков B. pfeifferi и их заражённость трематодами S. mansoni не выявил их зависимости от pH, насыщенности кислородом и температуры воды в пределах изменчивости этих показателей в период исследования (октябрь — ноябрь). Отмечена относительная толерантность биомфалярий к дефициту кислорода в воде, что способствует, очевидно, их встречаемости в загрязнённых экскрементами водах и создаёт условия для заражения моллюсков мирацидиями шистосом. Показана связь присутствия шистосом в биоценозе с определёнными характеристиками среды, а именно со стоячей или медленно текущей водой и с наличием обильной прибрежной растительности. Кроме того, все водоёмы, в которых найден паразит, находились в черте города. Полученные результаты важны для разработки мер борьбы с шистосомозом в регионе.
Авторы
Библиографические ссылки
Атаев Г. Л., Баженова Д. Р., Токмакова А. С. Размножение материнских спороцист Schistosoma mansoni // Паразитология. 2016. Т. 50, № 2. С. 114–120. [Ataev G. L., Bazhenova D. R., Tokmakova A. S. Reproduction of Schistosoma mansoni mother sporocyst. Parazitologiya, 2016, vol. 50, no. 2, pp. 114–120. (in Russ.)]. https://elibrary.ru/vrnyhr
Быховская-Павловская И. Е. Паразиты рыб. Руководство по изучению / АН СССР, Зоологический институт. Ленинград : Наука, Ленингр. отд-ние, 1985. 121 с. [Bykhovskaya-Pavlovskaya I. E. Parazity ryb. Rukovodstvo po izucheniyu / AN SSSR, Zoologicheskii institut. Leningrad : Nauka, Leningr. otd-nie, 1985, 121 p. (in Russ.)]. https://doi.org/10.21072/bykhovskaya-pavlovskaya-1985
Скрябин К. И. Трематоды животных и человека. Основы трематодологии. Т. 5 / АН СССР, Гельминтологическая лаборатория. Москва : Изд-во АН СССР, 1951. 624 с. [Skryabin K. I. Trematody zhivotnykh i cheloveka. Osnovy trematodologii. Vol. 5 / AN SSSR, Gel’mintologicheskaya laboratoriya. Moscow : Izd-vo AN SSSR, 1951, 624 p. (in Russ.)]
Alzaylaee H., Collins R. A., Shechonge A., Ngatunga B. P., Morgan E. R., Genner M. J. Environmental DNA-based xenomonitoring for determining Schistosoma presence in tropical freshwaters. Parasites & Vectors, 2020, vol. 13, art. no. 63 (11 p.). https://doi.org/10.1186/s13071-020-3941-6
Andrus P. S., Stothard J. R., Wade C. M. Seasonal patterns of Schistosoma mansoni infection within Biomphalaria snails at the Ugandan shorelines of Lake Albert and Lake Victoria. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2023, vol. 17, iss. 8, art. no. e0011506 (18 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0011506
Aslan I. H., Pourtois J. D., Chamberlin A. J., Mitchell K. R., Mari L., Lwiza K. M., Wood C. L., Mordecai E. A., Yu A., Tuan R., Palasio R. G. S., Monteiro A. M. V., Kirk D., Athni T. S., Sokolow S. H., N’Goran E. K., Diakite N. R., Ouattara M., Gatto M., Casagrandi R., Little D. C., Ozretich R. W., Norman R., Allan F., Brierley A. S., Liu P., Pereira T. A., de Leo G. A. Re-assessing thermal response of schistosomiasis transmission risk: Evidence for a higher thermal optimum than previously predicted. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2024, vol. 18, iss. 6, art. no. e0011836 (23 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0011836
Aula O. P., McManus D. P., Jones M. K., Gordon C. A. Schistosomiasis with a focus on Africa. Tropical Medicine and Infectious Disease, 2021, vol. 6, iss. 3, art. no. 109 (40 p.). https://doi.org/10.3390/tropicalmed6030109
Bakhoum S., Ba C. T., Haggerty C. J. E., Jouanard N., Riveau G., Rohr J. R. Risk of human exposure to the intestinal schistosome, Schistosoma mansoni, across seasons along the Senegal River. Journal of Gastroenterology & Hepatology Research, 2021, vol. 6, iss. 2, art. no. 038 (9 p.). https://doi.org/10.24966/ghr-2566/100038
Bakhoum S., Ndione R. A., Haggerty C. J. E., Wolfe C., Sow S., Ba C. T., Riveau G., Rohr J. R. Influence des paramètres physico-chimiques sur la répartition spatiale des mollusques hôtes intermédiaires des schistosomes humains dans le delta du fleuve Sénégal. Médecine et Santé Tropicales, 2019, vol. 29, no. 1, pp. 61–67.
Bowles J., McManus D. P. Rapid discrimination of Echinococcus species and strains using a polymerase chain reaction-based RFLP method. Molecular and Biochemical Parasitology, 1993, vol. 57, iss. 2, pp. 231–239. https://doi.org/10.1016/0166-6851(93)90199-8
Brown D. S. Freshwater Snails of Africa and Their Medical Importance. 2nd edition. London : Taylor & Francis, 2005, 642 p.
De Elías-Escribano A., Artigas P., Salas-Coronas J., Luzon-Garcia M. P., Reguera-Gomez M., Cabeza-Barrera M. I., Vázquez-Villegas J., Boissier J., Mas-Coma S., Bargues M. D. Schistosoma mansoni × S. haematobium hybrids frequently infecting sub-Saharan migrants in southeastern Europe: Egg DNA genotyping assessed by RD-PCR, sequencing and cloning. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2025, vol. 19, iss. 3, art. no. e0012942 (27 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0012942
Dorsey C. H., Cousin C. E., Lewis F. A., Stirewalt M. A. Ultrastructure of the Schistosoma mansoni cercaria. Micron, 2002, vol. 33, iss. 3, pp. 279–323. https://doi.org/10.1016/s0968-4328(01)00019-1
Faust E. C. Notes on South African cercariae. The Journal of Parasitology, 1919, vol. 5, no. 4, pp. 164–175. https://doi.org/10.2307/3271082
Fripp P. J. On the morphology of Schistosoma rodhaini (Trematoda, Digenea, Schistosomatidae). Journal of Zoology, 1967, vol. 151, iss. 4, pp. 433–452. https://doi.org/10.1111/j.1469-7998.1967.tb02124.x
Gabrielli A. F., Garba Djirmay A. Schistosomiasis in Europe. Current Tropical Medicine Reports, 2023, vol. 10, iss. 3, pp. 79–87. https://doi.org/10.1007/s40475-023-00286-9
Gandasegui J., Fernández-Soto P., Hernández-Goenaga J., López-Abán J., Vicente B., Muro A. Biompha-LAMP: A new rapid loop-mediated isothermal amplification assay for detecting Schistosoma mansoni in Biomphalaria glabrata snail host. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2016, vol. 10, iss. 12, art. no. e0005225 (14 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0005225
Guilavogui T., Verdun S., Koïvogui A., Viscogliosi E., Certad G. Prevalence of intestinal parasitosis in Guinea: Systematic review of the literature and meta-analysis. Pathogens, 2023, vol. 12, iss. 2, art. no. 336 (30 p.). https://doi.org/10.3390/pathogens12020336
Haggerty C. J. E., Bakhoum S., Civitello D. J., de Leo G. A., Jouanard N., Ndione R. A., Remais J. V., Riveau G., Senghor S., Sokolow S. H., Sow S., Wolfe C., Wood C. L., Jones I., Chamberlin A. J., Rohr J. R. Aquatic macrophytes and macroinvertebrate predators affect densities of snail hosts and local production of schistosome cercariae that cause human schistosomiasis. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2020, vol. 14, iss. 7, art. no. e0008417 (25 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0008417
Hailegebriel T., Nibret E., Munshea A. Distribution and seasonal abundance of Biomphalaria snails and their infection status with Schistosoma mansoni in and around Lake Tana, northwest Ethiopia. Scientific Reports, 2022, vol. 12, art. no. 17055 (12 p.). https://doi.org/10.1038/s41598-022-21306-0
Hailegebriel T., Nibret E., Munshea A. Prevalence of Schistosoma mansoni and S. haematobium in snail intermediate hosts in Africa: A systematic review and meta-analysis. Journal of Tropical Medicine, 2020, vol. 2020, art. no. 8850840 (18 p.). https://doi.org/10.1155/2020/8850840
Hodges M., Koroma M. M., Baldé M. S., Turay H., Fofanah I., Divall M. J., Winkler M. S., Zhang Y. Current status of schistosomiasis and soil-transmitted helminthiasis in Beyla and Macenta Prefectures, Forest Guinea. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 2011, vol. 105, iss. 11, pp. 672–674. https://doi.org/10.1016/j.trstmh.2011.07.008
Hoover C. M., Rumschlag S. L., Strgar L., Arakala A., Gambhir M., de Leo G. A., Sokolow S. H., Rohr J. R., Remais J. V. Effects of agrochemical pollution on schistosomiasis transmission: A systematic review and modelling analysis. The Lancet Planetary Health, 2020, vol. 4, iss. 7, pp. e280–e291.
Kane R. A., Southgate V. R., Rollinson D., Littlewood D. T. J., Lockyer A. E., Pagès J. R., Tchuem Tchuenté L.-A., Jourdane J. A phylogeny based on three mitochondrial genes supports the division of Schistosoma intercalatum into two separate species. Parasitology, 2003, vol. 127, pt 2, pp. 131–137. https://doi.org/10.1017/s0031182003003421
Magero V. O., Kisara S., Suleman M. A., Wade C. M. Distribution of the schistosome intermediate snail host Biomphalaria pfeifferi in East Africa’s river systems and the prevalence of Schistosoma mansoni infection. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 2025, vol. 119, iss. 3, pp. 253–265. https://doi.org/10.1093/trstmh/trae115
Mandahl-Barth G. Intermediate hosts of Schistosoma. African Biomphalaria and Bulinus: I. Bulletin of the World Health Organization, 1957, vol. 16, no. 6, pp. 1103–1163.
Meuleman E. A., Holzmann P. J., Peet R. C. The development of daughter sporocysts inside the mother sporocyst of Schistosoma mansoni with special reference to the ultrastructure of the body wall. Zeitschrift für Parasitenkunde, 1980, vol. 61, iss. 3, pp. 201–212. https://doi.org/10.1007/bf00925512
McCreesh N., Booth M. The effect of increasing water temperatures on Schistosoma mansoni transmission and Biomphalaria pfeifferi population dynamics: An agent-based modelling study. PLoS One, 2014, vol. 9, iss. 7, art. no. e101462 (7 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pone.0101462
Morgan J. A. T., DeJong R. J., Lwambo N. J. S., Mungai B. N., Mkoji G. M., Loker E. S. First report of a natural hybrid between Schistosoma mansoni and S. rodhaini. Journal of Parasitology, 2003, vol. 89, iss. 2, pp. 416–418. https://doi.org/10.1645/0022-3395(2003)089[0416:froanh]2.0.CO;2
Nucleotide database. In: National Library of Medicine. National Center for Biotechnology Information : official site. 2024. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nucleotide/ [accessed: 27.11.2024].
Onasanya A., Bengtson M., Oladepo O., Van Engelen J., Diehl J. C. Rethinking the top-down approach to schistosomiasis control and elimination in sub-Saharan Africa. Frontiers in Public Health, 2021, vol. 9, art. no. 622809 (6 p.). https://doi.org/10.3389/fpubh.2021.622809
Pflüger W. Experimental epidemiology of schistosomiasis. Zeitschrift für Parasitenkunde, 1980, vol. 63, iss. 2, pp. 159–169. https://doi.org/10.1007/bf00927532
Rossi R. J. Mathematical Statistics: An Introduction to Likelihood Based Inference. New York : John Wiley & Sons, 2018, 448 p.
Salari P., Fürst T., Knopp S., Utzinger J., Tediosi F. Cost of interventions to control schistosomiasis: A systematic review of the literature. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2020, vol. 14, iss. 3, art. no. e0008098 (23 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0008098
Savassi B. A. E. S., Mouahid G., Lasica C., Mahaman S.-D. K., Garcia A., Courtin D., Allienne J.-F., Ibikounlé M., Moné H. Cattle as natural host for Schistosoma haematobium (Bilharz, 1852) Weinland, 1858 × Schistosoma bovis Sonsino, 1876 interactions, with new cercarial emergence and genetic patterns. Parasitology Research, 2020, vol. 119, iss. 7, pp. 2189–2205. https://doi.org/10.1007/s00436-020-06709-0
Sato M. O., Rafalimanantsoa A., Ramarokoto C., Rahetilahy A. M., Ravoniarimbinina P., Kawai S., Minamoto T., Sato M., Kirinoki M., Rasolofo V., De Calan M., Chigusa Y. Usefulness of environmental DNA for detecting Schistosoma mansoni occurrence sites in Madagascar. International Journal of Infectious Diseases, 2018, vol. 76, pp. 130–136. https://doi.org/10.1016/j.ijid.2018.08.018
Sokouri E. A., Ahouty Ahouty B., N’Djetchi M., Abé I. A., Yao B. G. F. D., Konan T. K., MacLeod A., Noyes H., Nyangiri O., Enock Matovu E., Koffi M. Impact of environmental factors on Biomphalaria pfeifferi vector capacity leading to human infection by Schistosoma mansoni in two regions of western Côte d’Ivoire. Parasites & Vectors, 2024, vol. 17, art. no. 179 (12 p.). https://doi.org/10.1186/s13071-024-06163-2
Spaan J. M., Pennance T., Laidemitt M. R., Sims N., Roth J., Lam Y., Rawago F., Ogara G., Loker E. S., Odiere M. R., Steinauer M. L. Multi-strain compatibility polymorphism between a parasite and its snail host, a neglected vector of schistosomiasis in Africa. Current Research in Parasitology & Vector-Borne Diseases, 2023, vol. 3, art. no. 100120 (10 p.). https://doi.org/10.1016/j.crpvbd.2023.100120
Steinauer M. L., Hanelt B., Mwangi I. N., Maina G. M., Agola L. E., Kinuthia J. M., Mutuku M. W., Mungai B. N., Wilson W. D., Mkoji G. M., Loker E. S. Introgressive hybridization of human and rodent schistosome parasites in western Kenya. Molecular Ecology, 2008, vol. 17, iss. 23, pp. 5062–5074. https://doi.org/10.1111/j.1365-294x.2008.03957.x
Stirewalt M. A. Schistosoma mansoni: Cercaria to schistosomule. In: Advances in Parasitology / B. Dawes (Ed.). London ; New York : Academic Press, 1974, vol. 12, pp. 115–182. https://doi.org/10.1016/s0065-308x(08)60388-7
Sturrock R. F. The development of irrigation and its influence on the transmission of bilharziasis in Tanganyika. Bulletin of the World Health Organization, 1965, vol. 32, no. 2, pp. 225–236.
Tamura K., Stecher G., Kumar S. MEGA11: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 11. Molecular Biology and Evolution, 2021, vol. 38, iss. 7, pp. 3022–3027. https://doi.org/10.1093/molbev/msab120
Webster B. L., Southgate V. R., Littlewood D. T. J. A revision of the interrelationships of Schistosoma including the recently described Schistosoma guineensis. International Journal for Parasitology, 2006, vol. 36, iss. 8, pp. 947–955. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2006.03.005
Webster B. L., Diaw O. T., Seye M. M., Webster J. P., Rollinson D. Introgressive hybridization of Schistosoma haematobium group species in Senegal: Species barrier break down between ruminant and human schistosomes. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2013, vol. 7, iss. 4, art. no. e2110 (9 p.). https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0002110
Woolhouse M. E. On the interpretation of age-prevalence curves for schistosome infections of host snails. Parasitology, 1989, vol. 99, pt 1, pp. 47–56. https://doi.org/10.1017/s0031182000061011
